有哪些值得信/赖的蔡司光学显微镜镜？

来源：蜘蛛抓取(WebSpider) 时间：2024-01-11 05:00 标签： 蔡司光学显微镜
光学显微镜只能看到细胞的基本结构（细胞壁、细胞膜、细胞质、细胞核）、极少数细胞器（叶绿体、染色后的线粒体）还有染色后的染色体等。对于细胞来说：细胞壁、细胞核、内质网、线粒体、叶绿体、高尔基体等是可以直接在光学显微镜下观察到外观形状的,属于显微结构。显微镜是利用凸透镜的放大成像原理，将人眼不能分辨的微小物体放大到人眼能分辨的尺寸，其主要是增大近处微小物体对眼睛的张角（视角大的物体在视网膜上成像大），用角放大率M表示它们的放大本领。扩展资料：光学显微镜结构普通光学显微镜的构造主要分为三部分：机械部分、照明部分和光学部分。1、机械部分（1）镜座：是显微镜的底座，用以支持整个镜体。（2）镜柱：是镜座上面直立的部分，用以连接镜座和镜臂。（3）镜臂：一端连于镜柱，一端连于镜筒，是取放显微镜时手握部位。（4）镜筒：连在镜臂的前上方，镜筒上端装有目镜，下端装有物镜转换器。（5）物镜转换器(旋转器)简称“旋转器”：接于棱镜壳的下方，可自由转动，盘上有3－4个圆孔，是安装物镜部位，转动转换器，可以调换不同倍数的物镜。当听到碰叩声时，方可进行观察，此时物镜光轴恰好对准通光孔中心，光路接通。转换物镜后，不允许使用粗调节器，只能用细调节器，使像清晰。（6）镜台(载物台)：在镜筒下方，形状有方、圆两种，用以放置玻片标本，中央有一通光孔，我们所用的显微镜其镜台上装有玻片标本推进器(推片器)，推进器左侧有弹簧夹，用以夹持玻片标本，镜台下有推进器调节轮，可使玻片标本作左右、前后方向的移动。（7）调节器：是装在镜柱上的大小两种螺旋，调节时使镜台作上下方向的移动。①粗调节器(粗准焦螺旋)：大螺旋称粗调节器，移动时可使镜台作快速和较大幅度的升降，所以能迅速调节物镜和标本之间的距离使物象呈现于视野中，通常在使用低倍镜时，先用粗调节器迅速找到物象。②细调节器(细准焦螺旋)：小螺旋称细调节器，移动时可使镜台缓慢地升降，多在运用高倍镜时使用，从而得到更清晰的物象，并借以观察标本的不同层次和不同深度的结构。2、照明部分装在镜台下方，包括反光镜,集光器。（1）反光镜：装在镜座上面，可向任意方向转动，它有平、凹两面，其作用是将光源光线反射到聚光器上，再经通光孔照明标本，凹面镜聚光作用强，适于光线较弱的时候使用，平面镜聚光作用弱，适于光线较强时使用。（2）集光器(聚光器)位于镜台下方的集光器架上，由聚光镜和光圈组成，其作用是把光线集中到所要观察的标本上。①聚光镜：由一片或数片透镜组成，起汇聚光线的作用，加强对标本的照明，并使光线射入物镜内，镜柱旁有一调节螺旋，转动它可升降聚光器，以调节视野中光亮度的强弱。②光圈(虹彩光圈)：在聚光镜下方，由十几张金属薄片组成，其外侧伸出一柄，推动它可调节其开孔的大小，以调节光量。3、光学部分（1）目镜：装在镜筒的上端，通常备有2－3个，上面刻有5×、10×或15×符号以表示其放大倍数，一般装的是10×的目镜。（2）物镜：装在镜筒下端的旋转器上，一般有3－4个物镜，其中最短的刻有“10×”符号的为低倍镜，较长的刻有“40×”符号的为高倍镜，最长的刻有“100×”符号的为油镜，此外，在高倍镜和油镜上还常加有一圈不同颜色的线，以示区别。显微镜的放大倍数是物镜的放大倍数与目镜的放大倍数的乘积，如物镜为10×，目镜为10×，其放大倍数就为10×10=100。显微镜目镜长度与放大倍数呈负相关，物镜长度与放大倍数呈正相关。即目镜长度越长，放大倍数越低；物镜长度越长，放大倍数越高。参考资料来源：百度百科-光学显微镜

光的波动性限制了显微镜的分辨率。显微镜空间分辨率极限大约是光波的半个波长，约为200nm（可见光范围400-750nm）。近二十年显微镜的发展，已经大大提高了显微镜的分辨率。出现了多种显微技术，使光学显微镜的空间分辨率，超越了理论的光学分辨率极限。这些技术统称为超高分辨率显微技术（Super Resolution Microscopy，SRM）。一、分辨率 即使是很小的物体（如1nm直径），在显微镜下它的图像也将显著扩散。Abbe首先提出这种现象是光的衍射特性造成的，取决于光波长和显微镜物镜的有限尺寸。一个无限小物点在像平面处的光强分布函数称为点扩散函数（point spread function，PSF）。PSF通常在X-Y平面上呈径向对称分布，但沿Z光轴方向具有明显的延伸。右图显示相对于物平面，从侧面观察的亮度分布。根据瑞利（Rayleigh）准则，两点之间可分辨的最小距离相当于PSF的宽度。 根据瑞利准则，传统光学显微镜的分辨率极限遵循以下公式： 侧向分辨率： dx，y=0.61λ/NA； 轴向分辨率： dz= 2λ/ NA2 λ表示光的波长，NA是透镜的数值孔径，NA=n sin u/2。n是透镜和样品之间的介质折射率，u是孔径角。这种限制就是光衍射极限，是改进分辨率的起点；PSF越窄，获得的分辨率越高。 二、XY平面超高分辨率显微技术 （一）PALM
和STORM2002 年，Patterson 和Lippincott-Schwartz首次利用一种绿色荧光蛋白(GFP)的变种(PA-GFP)来观察特定蛋白质在细胞内的运动轨迹。这种荧光蛋白PA-GFP 在未激活之前不发光，用405 nm 的激光激活一段时间后才可以观察到488 nm 激光激发出来的绿色荧光。德国科学家Eric Betzig 敏锐地认识到，应用单分子荧光成像的定位精度，结合这种荧光蛋白的发光特性，可以来突破光学分辨率的极限。2006 年9 月，Betzig和Lippincott-Schwartz 等首次在Science 上提出了光激活定位显微技术（photoactivated localization microscopy, PALM）的概念．其基本原理是用PA-GFP 来标记蛋白质，通过调节405 nm 激光器的能量，低能量照射细胞表面，一次仅激活出视野下稀疏分布的几个荧光分子，然后用488 nm 激光照射，通过高斯拟合来精确定位这些荧光单分子。在确定这些分子的位置后，再长时间使用488nm激光照射来漂白这些已经定位正确的荧光分子，使它们不能够被下一轮的激光再激活出来。之后，分别用405 nm 和488 nm 激光来激活和漂白其他的荧分子，进入下一次循环。这个循环持续上百次后，我们将得到细胞内所有荧光分子的精确定位。将这些分子的图像合成到一张图上，最后得到了一种比传统光学显微镜至少高10 倍以上分辨率的显微技术。PALM 显微镜的分辨率仅仅受限于单分子成像的定位精度，理论上来说可以达到1 nm 的数量级。2007 年，Betzig 的研究小组更进一步将PALM 技术应用在记录两种蛋白质的相对位置，并于次年开发出可应用于活细胞上的PALM 成像技术来记录细胞黏附蛋白的动力学过程。PALM 的成像方法只能用来观察外源表达的蛋白质，而对于分辨细胞内源蛋白质的定位无能为力。2006 年底，美国霍华德- 休斯研究所的华裔科学家庄晓薇实验组开发出来一种类似于PALM 的方法，可以用来研究细胞内源蛋白的超分辨率定位。他们发现，不同的波长可以控制化学荧光分子Cy5 在荧光激发态和暗态之间切换，例如红色561 nm 的激光可以激活Cy5 发射荧光，同时长时间照射可以将Cy5 分子转换成暗态不发光。之后，用绿色的488 nm 激光照射Cy5 分子时，可以将其从暗态转换成荧光态，而此过程的长短依赖于第二个荧光分子Cy3 与Cy5 之间的距离。因此，当Cy3 和Cy5 交联成分子对时，具备了特定的激发光转换荧光分子发射波长的特性。将Cy3 和Cy5 分子对胶联到特异的蛋白质抗体上，就可以用抗体来标记细胞的内源蛋白。应用特定波长的激光来激活探针，然后应用另一个波长激光来观察、精确定位以及漂白荧光分子，此过程循环上百次后就可以得到最后的内源蛋白的高分辨率影像，被他们命名为随机光学重构显微技术（stochastic optical reconstruction microscopy, STORM）。2007年，他们进一步改进STORM 技术，发展了不同颜色的变色荧光分子对，可以同时记录两种甚至多种蛋白质的空间相对定位，从而阐明笼形蛋白clathrin 形成的内吞小泡与细胞骨架蛋白之间的精确空间位置关系，两种颜色的分辨率都可以达到20～30 nm。但是，STORM 方法也存在缺陷，由于用抗体来标记内源蛋白并非一对一的关系，所以STORM 不能量化胞内蛋白质分子的数量，同时也不能用于活细胞测量。（二）STED不管是PALM 还是STORM 的超分辨率成像方法，其点扩散函数成像仍然与传统显微成像一致．由于需要反复激活- 猝灭荧光分子，所以使得实验大多数在固定的细胞上完成．即使是在活细胞上进行的实验，其时间分辨率也较低。2000 年，德国科学家Stefan Hell 开发了一种超高分辨率显微技术，其基本原理是通过物理过程来减少激发光的光斑大小，从而直接减少点扩散函数的半高宽来提高分辨率。当特定的荧光分子被比激发波长长的激光照射时，可以被强行猝灭回到基准态。利用这个特性，Hell 等开发出了受激发射损耗显微技术（stimulated emission depletion, STED）。其基本的实现过程就是用一束激发光使荧光物质(既可以是化学合成的染料也可以是荧光蛋白)发光的同时，用另外的高能量脉冲激光器发射一束紧挨着的、环型的、波长较长的激光将第一束光斑中大部分的荧光物质通过受激发射损耗过程猝灭，从而减少荧光光点的衍射面积，显著地提高了显微镜的分辨率。应用STED 成像，点光源的光斑大小直接发生改变， 其半高宽大小从传统的λ =nsinα 成 λ =2nsinα（1+I/Isat）^1/2，其中I 是STED 激光器的最大聚焦强度，而Isat则是当受激荧光强度被减少到1/e 时的STED 激光的强度特征值。由此公式可看出，当I/Isat的值趋近无穷大时，STED 成像的点光源的半高宽趋近于0，亦即分辨率不再受光的衍射过程所限制。STED 成像技术的最大优点是可以快速地观察活细胞内实时变化的过程，因此在生命科学中应用更加广泛。例如，应用成熟的STED 显微成像技术发现，海马神经元上囊泡蛋白synatotagminⅠ在各种刺激后都以一种“簇”的形式存在于神经突触前端膜上，这首次揭示了这种膜蛋白以集合的形式存在于细胞质膜上然后被统一回收的方式。之后Hell等又进一步发展了这种方法，使之可以用于EGFP标记的信号和多种颜色的超分辨率检测。目前，STED 作为一种成熟的方法，已经可以高速地监测活细胞内高分辨率图像。例如在2008 年Science 上发表的文章表明，应用STED 技术已经可以以视频的速度(每秒28 帧)来采集记录神经细胞内突触小泡的高分辨率图像(50 nm)。目前，STED 成像的主要缺陷在于光路复杂，设备昂贵，对系统的稳定性要求很高。（三）SSIM改变光学的点扩散函数来突破光学极限的另一个方法是利用饱和结构照明显微技术（saturated structure illumination microscopy, SSIM）。早在1963年，Lukosz 和Marchand就提出了特定模式侧向入射的光线可以用来增强显微镜分辨率的理论。2005 年，加州大学旧金山分校的Gustafsson 博士首先将非线性结构性光学照明部件引入到传统的显微镜上，得到了分辨率达到50 nm 的图像。SSIM技术的原理是将多重相互衍射的光束照射到样本上，然后从收集到的发射光模式中提取高分辨率的信息。
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点击进入详情页本回答由长宜光科（苏州）技术提供光学显微镜放大倍率为几倍到1000倍左右，电子显微镜通常在几倍到几万倍甚至几十万倍，所以太小的东西光学显微镜是看不到的，只能用电子显微镜，如纳米级别的颗粒显微镜按成像原理分光学显微镜及电子显微镜，光学显微镜是通过数组镜片组成的目镜物镜按照光的折射反射原理所设计的，而电子显微镜是用电子束使样品成像的显微镜，光学显微镜的放大倍数一般为几倍十几倍、几拾倍最高到贰叁仟倍，分辨率理论上是3微米以上，实际上1个微米的免强是能看到的，而电子显微镜的放大倍率一般为几万倍到几拾万倍，所以能分辨出更加微小的事物，可以观察到原子、分子等。
本回答被提问者和网友采纳细菌在高倍镜下能看见；细胞膜在电子显微镜下能看见

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